Nieredukowalna złożoność zagnieżdżona w nieredukowalnej złożoności. Przypadek kondensacji chromosomówCzas czytania: 15 min

Jonathan McLatchie

2025-05-09
Nieredukowalna złożoność zagnieżdżona w nieredukowalnej złożoności. Przypadek kondensacji chromosomów<span class="wtr-time-wrap after-title">Czas czytania: <span class="wtr-time-number">15</span> min </span>

We wcześniejszych artykułach opisywałem pewien fenomen molekularny – mitotyczny podział komórkowy – starając się uzmysłowić czytelnikowi, jak wielka inżynieryjna wydajność – i w istocie genialność – kryje się za tym niesamowitym procesem. Tutaj przyjrzę się bliżej procesowi kondensacji chromosomów, który zachodzi w trakcie profazy. Upakowanie chromatyny tak, aby podczas mitozy powstały rozpoznawalne struktury chromosomów, nie miałoby żadnej wartości, zanim wyewoluowałaby maszyneria ułatwiająca segregację mitotyczną. Upakowanie chromatyny stanowi jednak istotny czynnik podziału mitotycznego, a to oznacza, że proces kondensacji chromosomów jest częścią układu nieredukowalnie złożonego. Jak się przekonamy, proces kondensacji chromosomów również jest nieredukowalnie złożony. Stanowi więc przykład nieredukowalnej złożoności, która jest zagnieżdżona w większym układzie nieredukowalnie złożonym. W związku z tym trudno byłoby wykazać, jak ten proces mógł powstać w wyniku działania jakiejś ślepej przyczyny, nieznającej z góry celu, który należy osiągnąć. Najlepszym wyjaśnieniem tego aspektu podziału komórkowego jest teleologia, czyli świadomy projekt.

 

Co – ogólnie rzecz biorąc – dzieje się w trakcie profazy?

W stadium profazy powielone chromosomy (każdy składający się z dwóch chromatyd siostrzanych) ulegają skondensowaniu – wówczas stają się one widoczne pod mikroskopem. Proces kondensacji blisko dziesięciokrotnie redukuje długość typowego chromosomu w stadium interfazy, co prowadzi do zatrzymania procesu ekspresji genów. Dwie chromatydy siostrzane każdego chromosomu mitotycznego ulegają rozdzieleniu, po czym łączą się ze sobą w centromerze. Umożliwia to późniejsze rozdzielenie chromatyd siostrzanych w trakcie ich segregacji między dwiema komórkami potomnymi. Upakowanie chroni ponadto delikatne cząsteczki DNA przed uszkodzeniem w czasie trwania tego procesu. Każda para chromatyd siostrzanych jest genetycznie identyczna. Poza obrębem jądra komórkowego wrzeciono podziałowe (składające się z mikrotubul) zaczyna tworzyć się między dwoma centromerami, które uległy już duplikacji w fazach S i G2 cyklu komórkowego. Wrzeciono podziałowe odpowiada później (w stadium anafazy) za umożliwienie rozdzielenia dwóch chromatyd siostrzanych.

 

Fosforylacja histonu H3

Wykazano, że fosforylacja histonu H3 przez kinazę Aurora B odgrywa ważną rolę w kondensacji chromosomów mitotycznych – zwłaszcza w resztach Ser10 i Ser28 (w skrócie H3S10 i H3S28)1. Fosforylacja zakłóca elektrostatyczne oddziaływania między DNA a histonami, rozluźniając strukturę chromatyny i sprawiając, że jest ona łatwiej dostępna dla kompleksów kondensynowych, które mogą się z nią związać. Fosforylacja H3S10 i H3S28 umożliwia także wiązanie topoizomerazy IIα i kompleksu CPC (chromosomal passenger complex). Te fosforylacje histonu H3 są niezbędne do kondensacji i rozdzielenia chromosomów. Bez nich doszłoby do nieprawidłowej kondensacji chromosomów i w rezultacie do błędnej segregacji materiału genetycznego. Deregulację tych epigenetycznych znaczników histonowych powiązano z nowotworami2. Co więcej, kiedy ilość kinazy Aurora B ulega redukcji wskutek działania interferencji RNA, umiejscowienie kompleksu CPC względem centromerów jest niewłaściwe, co zaburza postęp procesu mitozy3.

 

Kondensacja chromatyny

Na obrazach uzyskanych metodą mikrografii elektronowej widać, że każda chromatyda tworzy pętle chromatyny, które wysuwają się z centralnego rusztowania. Zadaniem kondensyn jest zwinięcie dwóch cząsteczek DNA przy wykorzystaniu energii czerpanej z hydrolizy ATP4. W rezultacie powstają dwie chromatydy siostrzane powiązane z chromosomem mitotycznym.

Kondensyny zbudowane są z pięciu elementów składowych5. Tymi elementami są między innymi białka SMC (structural maintenance of chromosomes) – SMC2 i SMC4 (wykazują one aktywność ATPazy). Białka SMC mają domeny coiled-coil (czyli długie, elastyczne ramiona, które zawijają się na siebie, tworząc strukturę w kształcie litery V); region zawiasowy (ułatwiający dimeryzację dwóch białek SMC) oraz domeny główne (mające miejsca wiązania ATP i ATPazy, czyli cząsteczek stanowiących źródło energii dla procesu kondensacji chromosomów). Są też trzy podjednostki niebędące białkami SMC, łączące się ze specyficznymi regionami DNA i wspomagające regulację aktywności kondensyn.

Kompleksy kondensynowe są kierowane przez podjednostki niebędące białkami SMC i przedostają się do chromatyny stopniowo, wskutek czego tworzą się pętle DNA (energii dla tego procesu dostarczają białka wykazujące aktywność ATPazy). Pętle DNA ulegają następnie skondensowaniu w chromosomy mitotyczne. Kondensyny są niezbędne do zajścia podziału komórkowego. Następstwem ich braku byłaby dezorganizacja chromosomów, jak również ogromna trudność prawidłowego rozdzielenia ich w trakcie mitozy. Potwierdzono to dzięki eksperymentom polegającym na wyciszaniu kondensyny. W jednym z artykułów doniesiono na przykład, że „wyciszenie CAP-D3 (kondensyny II) skutkuje utworzeniem się licznych mostków anafazowych zawierających chromatynę. Mostki anafazowe tworzone wskutek wyciszenia CAP-H (kondensyny I) wykazują subtelniejszy defekt: chromatydy posiadają włókna chromatynowe, które – jak się uważa – przyczyniają się do nieprawidłowości cytokinezy i śmierci komórki”6. Autorzy dochodzą do wniosku, że „kondensyna II sama jest w stanie wspomagać utrzymywanie sztywności chromosomu mitotycznego, podczas gdy wszystko wskazuje na to, że kondensyna I nie jest do tego wystarczająca”7. Chociaż obecność obu białek – kondensyn I i II – najwyraźniej nie jest konieczna, to niewątpliwie przynajmniej kondensyna II jest niezbędna do prawidłowej kondensacji chromosomów mitotycznych.

 

Kompleks CPC

Kompleks CPC (chromosomal passenger complex) składa się z czterech białek, które są niezbędne do zapewnienia prawidłowej kondensacji chromosomów oraz ich przyrównania i rozdzielenia. Czterema głównymi składnikami tego kompleksu są kinaza Aurora B, surwiwina, borealina i INCENP8.

Jak już wspomniałem, kinaza Aurora B odgrywa kluczową rolę w fosforylacji histonu H39. Ta kinaza fosforyluje również heterochromatynowe białko 1 (HP1), czyli białko, które normalnie utrzymuje chromatynę w jej rozluźnionym, interfazowym stanie. Fosforylacja tego białka ma charakter inhibicyjny i sprzyja kondensacji chromosomów10. Kinaza Aurora B odpowiada ponadto za fosforylację i aktywację podjednostek kondensyny11. Kiedy ilość tej kinazy jest mniejsza, aktywność kondensyny znacznie słabnie – wykazano na przykład, że usunięcie kinazy Aurora B z jaj Xenopus (żaby szponiastej) skutkuje 50-procentowym spadkiem ilości kondensyny I, która łączy się z chromosomami12.

Surwiwina, w połączeniu z modyfikacjami histonów, odpowiada za kierowanie kompleksu CPC do chromatyny i pomaga pozycjonować kinazę Aurora B13. Wykazano, że zmniejszenie ilości surwiwiny prowadzi do „znacznej redukcji endogennego poziomu fosforylowanego histonu H3 i niewłaściwego rozlokowania kinazy Aurora B”14.

Kompleks CPC jest stabilizowany przy chromosomach wskutek działania borealiny, co umożliwia stałą aktywność kinazy Aurora B i wydajne rekrutowanie kondensyn15. Kiedy borealina zostaje wyciszona przez interferencję RNA, postęp procesu mitozy opóźnia się, a następstwem tego są „błędne przyłączenia kinetochoru i wrzeciona podziałowego oraz wzrost ilości wrzecion dwubiegunowych powiązanych z astrosferami ektopowymi”16.

Wewnętrzne białko centromeru (INCENP – inner centromere protein) służy jako rusztowanie i aktywuje kinazę Aurora B, tak aby mogła ona fosforylować substraty (zwłaszcza histony, kondensyny i topoizomerazy IIα)17.

 

Topoizomeraza IIα

Topoizomeraza IIα jest niezbędna do prawidłowego zajścia podziału mitotycznego. Przy jej braku typowym rezultatem jest błędne rozdzielenie chromosomów, aneuploidia i śmierć komórki. Topoizomeraza IIα odgrywa szczególnie istotną rolę w rozplataniu katenacji chromosomów. Katenacja oznacza fizyczne splecenie chromatyd siostrzanych w następstwie replikacji DNA (ma to związek z tym, że DNA ulega topologicznemu połączeniu w trakcie kopiowania). Jeśli chromatydy siostrzane nie zostaną rozplątane, to skutkiem tego może być nieprawidłowe rozdzielenie ich w stadium anafazy, co może z kolei prowadzić do błędnej segregacji oraz aneuploidii. Katenacja może też skutkować tym, że w trakcie procesu mitozy chromatydy będą poddawane rozciąganiu, co grozi rozerwaniem chromosomów. Kiedy w toku eksperymentu topoizomerazę IIα usunięto przed nastąpieniem mitozy, uniemożliwiło to kondensację chromosomów, a mimo zajścia mitozy w komórce nie doszło do rozdzielenia chromosomów18. Odkryto ponadto, że „usunięcie TOP2A z komórek w stadium prometafazy lub metafazy powoduje radykalną utratę skondensowanej struktury chromosomów mitotycznych”, co wskazuje na to, iż topoizomeraza IIα „odgrywa kluczową rolę w utrzymywaniu chromosomów mitotycznych”19.

Jak topoizomeraza IIα rozplata katenacje, aby mitoza mogła dojść do skutku?20 Po pierwsze, rozpoznaje ona uległe katenacji regiony, w których chromatydy siostrzane są splecione, i wiąże się z nimi. Dwie domeny wiążące DNA rozpoznają dwa segmenty DNA –segmenty G i T (odpowiednio – segment bramkowy i segment transportowany). Segment G znajduje się w dupleksie DNA, który zostanie odcięty, a segment T występuje w dupleksie, który przejdzie przez pęknięcie. Topoizomeraza IIα, przy wykorzystaniu energii z hydrolizy ATP, indukuje zmianę konformacyjną, wskutek której segment G zostaje umieszczony w miejscu aktywnym topoizomerazy IIα. Obie nici segmentu G są następnie odcinane, a segment T przechodzi przez pęknięcie. Skutkiem tego procesu jest rozplątanie splecionych chromatyd. W dalszej kolejności topoizomeraza IIα odrzuca odcięty segment G, dzięki czemu odłącza się ona od DNA (wykorzystując energię z następnego cyklu hydrolizy ATP) i powraca do swojego stanu wyjściowego.

Funkcja topoizomeraz nie ogranicza się, rzecz jasna, do rozplątywania katenacji przed zajściem procesu mitozy – odgrywają one też ważną rolę w rozluźnianiu superskręceń w trakcie replikacji DNA. Po zduplikowaniu genomu nadal występują jednak pewne katenacje, zwłaszcza w regionach centromerów i heterochromatyny. Muszą one ulec całkowitemu rozplątaniu przed nastąpieniem mitozy (w przeciwnym razie utrudnione byłoby prawidłowe rozdzielenie chromosomów). Gwarantuje to fosforylacja topoizomerazy IIα przez kinazę cyklinozależną 1 (Cdk1) i kinazę Aurora B. W późnej fazie G2/M prowadzi to do zwiększenia aktywności topoizomerazy IIα w zakresie rozplątywania katenacji, bez czego nie mogłoby dojść do kondensacji chromosomów21.

W późnym stadium G2 występuje nawet punkt kontrolny, który określa, czy katenacja została całkowicie rozplątana22. Gdy wykryty zostaje stres topologiczny, do chromatyny rekrutowana jest kinaza ATR (ataxia telangiectasia and Rad3-related). W ten sposób dochodzi do fosforylacji kinazy Chk1 (checkpoint kinase 1), która z kolei fosforyluje Cdc25C, czyli fosfatazę aktywującą Cdk1. Skutkuje to inhibicją Cdc25C i uniemożliwieniem aktywacji Cdk1, przez co opóźnia się moment wejścia komórki w proces mitozy. W ramach eksperymentów przeprowadzanych na myszach wykazano, że wyciszenie kinazy ATR prowadzi do wczesnej śmierci zarodków wskutek apoptozy wielu komórek i w związku z licznymi defektami procesu mitozy, co wskazuje na istotną rolę kinazy ATR w prawidłowym zachodzeniu podziału mitotycznego23. W podobnym badaniu ustalono, że delecja Chk1 również skutkuje śmiercią zarodków myszy24.

 

Teoria inteligentnego projektu

Proces kondensacji chromosomów jest absolutnie niezbędny do prawidłowego zajścia mitotycznego podziału komórkowego, a tym samym stanowi część większego układu nieredukowalnie złożonego. Co więcej, mocno skondensowane struktury chromosomów mitotycznych (gdzie chromatydy siostrzane są połączone ze sobą w centromerze) pełnią swoją funkcję wyłącznie w kontekście mitozy. Jak się ponadto przekonaliśmy, do prawidłowego zajścia kondensacji chromosomów konieczne są różne elementy składowe. Mamy więc tutaj do czynienia z przykładem układu nieredukowalnie złożonego, który jest zagnieżdżony w większym układzie nieredukowalnie złożonym. Jest niezwykle mało prawdopodobne, aby taki cud inżynierii mógł powstać wskutek niekierowanego procesu ewolucji. W mojej ocenie znacznie lepszym wyjaśnieniem jest hipoteza, zgodnie z którą proces kondensacji chromosomów powstał jako rezultat aktywności świadomego umysłu.

Jonathan McLatchie

 

Oryginał: Irreducible Complexity Nested Within Irreducible Complexity: The Case of Chromosome Condensation, „Evolution News & Science Today” 2025, March 19 [dostęp: 9 V 2025].

Przekład z języka angielskiego: Dariusz Sagan

 

Źródło zdjęcia: Pixabay

Ostatnia aktualizacja strony: 9.5.2025

Przypisy

  1. Por. A. Sawicka, Ch. Seiser, Sensing Core Histone Phosphorylation – A Matter of Perfect Timing, „Biochimica et Biophysica Acta” 2014, Vol. 1839, No. 8, s. 711–718, https://doi.org/10.1016/j.bbagrm.2014.04.013; B.J. Wilkins et al., A Cascade of Histone Modifications Induces Chromatin Condensation in Mitosis, „Science” 2014, Vol. 343, No. 6166, s. 77–80, https://doi.org/10.1126/science.1244508.
  2. Por. D. Komar, P. Juszczynski, Rebelled Epigenome: Histone H3S10 Phosphorylation and H3S10 Kinases in Cancer Biology and Therapy, „Clinical Epigenetics” 2020, Vol. 12, No. 1, numer artykułu: 147, https://doi.org/10.1186/s13148-020-00941-2.
  3. Por. R. Honda, R. Körner, E.A. Nigg, Exploring the Functional Interactions between Aurora B, INCENP, and Survivin in Mitosis, „Molecular Biology of the Cell” 2003, Vol. 14, No. 8, s. 3325–3341, https://doi.org/10.1091/mbc.e02-11-0769.
  4. Por. M.R. Paul, A. Hochwagen, S. Ercan, Condensin Action and Compaction, „Current Genetics” 2019, Vol. 65, No. 2, s. 407–415, https://doi.org/10.1007/s00294-018-0899-4.
  5. Por. T. Hirano, Condensin-Based Chromosome Organization from Bacteria to Vertebrates, „Cell” 2016, Vol. 164, No. 5, s. 847–857, https://doi.org/10.1016/j.cell.2016.01.033.
  6. L.C. Green et al., Contrasting Roles of Condensin I and Condensin II in Mitotic Chromosome Formation, „Journal of Cell Science” 2012, Vol. 125, No. 6, s. 1591 [1591–1604], https://doi.org/10.1242/jcs.097790.
  7. Tamże, s. 1601 (przyp. tłum.).
  8. Por. M. Carmena et al., The Chromosomal Passenger Complex (CPC): From Easy Rider to the Godfather of Mitosis, „Nature Reviews Molecular Cell Biology” 2012, Vol. 13, No. 12, s. 789–803, https://doi.org/10.1038/nrm3474; L. Tan, T.M. Kapoor, Examining the Dynamics of Chromosomal Passenger Complex (CPC)-Dependent Phosphorylation during Cell Division, „Proceedings of the National Academy of Sciences USA” 2011, Vol. 108, No. 40, s. 16675–16680, https://doi.org/10.1073/pnas.1106748108.
  9. Por. T. Hirota et al., Histone H3 Serine 10 Phosphorylation by Aurora B Causes HP1 Dissociation from Heterochromatin, „Nature” 2005, Vol. 438, No. 7071, s. 1176–1180, https://doi.org/10.1038/nature04254.
  10. Por. M.M. Williams et al., Aurora Kinase B-Phosphorylated HP1α Functions in Chromosomal Instability, „Cell Cycle” 2019, Vol. 18, No. 12, s. 1407–1421, https://doi.org/10.1080/15384101.2019.1618126.
  11. Por. J.J. Lipp et al., Aurora B Controls the Association of Condensin I But Not Condensin II with Mitotic Chromosomes, „Journal of Cell Science” 2007, Vol. 120, No. 7, s. 1245–1255, https://doi.org/10.1242/jcs.03425.
  12. Por. A. Takemoto et al., Analysis of the Role of Aurora B on the Chromosomal Targeting of Condensin I, „Nucleic Acids Research” 2007, Vol. 35, No. 7, s. 2403–2412, https://doi.org/10.1093/nar/gkm157.
  13. Por. S.P. Wheatley, D.C. Altieri, Survivin at a Glance, „Journal of Cell Science” 2019, Vol. 132, No. 7, numer artykułu: jcs223826, https://doi.org/10.1242/jcs.223826; F. Li, X. Ling, Survivin Study: An Update of “What Is the Next Wave?”, „Journal of Cellular Physiology” 2006, Vol. 208, No. 3, s. 476–486, https://doi.org/10.1002/jcp.20634; H. Garg et al., Survivin: A Unique Target for Tumor Therapy, „Cancer Cell International” 2016, Vol. 16, numer artykułu: 49, https://doi.org/10.1186/s12935-016-0326-1.
  14. Por. J. Chen et al., Survivin Enhances Aurora-B Kinase Activity and Localizes Aurora-B in Human Cells, „Journal of Biological Chemistry” 2003, Vol. 278, No. 1, s. 486–490, https://doi.org/10.1074/jbc.m211119200.
  15. Por. R. Gassmann et al., Borealin: A Novel Chromosomal Passenger Required for Stability of the Bipolar Mitotic Spindle, „Journal of Cell Biology” 2004, Vol. 166, No. 2, s. 179–191, https://doi.org/10.1083/jcb.200404001.
  16. Tamże, s. 179.
  17. Por. K. Samejima et al., The Inner Centromere Protein (INCENP) Coil Is a Single α-Helix (SAH) Domain That Binds Directly to Microtubules and Is Important for Chromosome Passenger Complex (CPC) Localization and Function in Mitosis, „Journal of Biological Chemistry” 2015, Vol. 290, No. 35, s. 21460–21472, https://doi.org/10.1074/jbc.m115.645317.
  18. Por. Ch.F. Nielsen et al., Topoisomerase IIα Is Essential for Maintenance of Mitotic Chromosome Structure, „Proceedings of the National Academy of Sciences USA” 2020, Vol. 117, No. 22, s. 12131–12142, https://doi.org/10.1073/pnas.2001760117.
  19. Tamże, s. 12131.
  20. Por. J. Roca, J.C. Wang, DNA Transport by a Type II DNA Topoisomerase: Evidence in Favor of a Two-Gate Mechanism, „Cell” 1994, Vol. 77, No. 4, s. 609–616, https://doi.org/10.1016/0092-8674(94)90222-4; J.M. Berger et al., Structure and Mechanism of DNA Topoisomerase II, „Nature” 1996, Vol. 379, No. 6562, s. 225–232, https://doi.org/10.1038/379225a0; J.J. Champoux, DNA Topoisomerases: Structure, Function, and Mechanism, „Annual Review of Biochemistry” 2001, Vol. 70, s. 369–413, https://doi.org/10.1146/annurev.biochem.70.1.369.
  21. Por. C. Morrison et al., Proteomic Analysis of Human Metaphase Chromosomes Reveals Topoisomerase II Alpha as an Aurora B Substrate, „Nucleic Acids Research” 2002, Vol. 30, No. 23, s. 5318–5327, https://doi.org/10.1093/nar/gkf665; A.E. Escargueil, A.K. Larsen, Mitosis-Specific MPM-2 Phosphorylation of DNA Topoisomerase IIα Is Regulated Directly by Protein Phosphatase 2A, „Biochemical Journal” 2007, Vol. 403, No. 2, s. 235–242, https://doi.org/10.1042/bj20061460.
  22. TrPor. P.B. Deming et al., The Human Decatenation Checkpoint, „Proceedings of the National Academy of Sciences USA” 2001, Vol. 98, No. 21, s. 12044–12049, https://doi.org/10.1073/pnas.221430898.eść
  23. Por. E.J. Brown, D. Baltimore, ATR Disruption Leads to Chromosomal Fragmentation and Early Embryonic Lethality, „Genes & Development” 2000, Vol. 14, No. 4, s. 397–402; ciż, Essential and Dispensable Roles of ATR in Cell Cycle Arrest and Genome Maintenance, „Genes & Development” 2003, Vol. 17, No. 5, s. 615–628, https://doi.org/10.1101/gad.1067403.
  24. Por. Q. Liu et al., Chk1 Is an Essential Kinase That Is Regulated by Atr and Required for the G2/M DNA Damage Checkpoint, „Genes & Development” 2000, Vol. 14, No. 12, s. 1448–1459.

Literatura:

1. Berger J.M. et al., Structure and Mechanism of DNA Topoisomerase II, „Nature” 1996, Vol. 379, No. 6562, s. 225–232, https://doi.org/10.1038/379225a0.

2. Brown E.J., Baltimore D., ATR Disruption Leads to Chromosomal Fragmentation and Early Embryonic Lethality, „Genes & Development” 2000, Vol. 14, No. 4, s. 397–402.

3. Brown E.J., Baltimore D., Essential and Dispensable Roles of ATR in Cell Cycle Arrest and Genome Maintenance, „Genes & Development” 2003, Vol. 17, No. 5, s. 615–628, https://doi.org/10.1101/gad.1067403.

4. Carmena M. et al., The Chromosomal Passenger Complex (CPC): From Easy Rider to the Godfather of Mitosis, „Nature Reviews Molecular Cell Biology” 2012, Vol. 13, No. 12, s. 789–803, https://doi.org/10.1038/nrm3474.

5. Champoux J.J., DNA Topoisomerases: Structure, Function, and Mechanism, „Annual Review of Biochemistry” 2001, Vol. 70, s. 369–413, https://doi.org/10.1146/annurev.biochem.70.1.369.

6. Chen J. et al., Survivin Enhances Aurora-B Kinase Activity and Localizes Aurora-B in Human Cells, „Journal of Biological Chemistry” 2003, Vol. 278, No. 1, s. 486–490, https://doi.org/10.1074/jbc.m211119200.

7. Deming P.B. et al., The Human Decatenation Checkpoint, „Proceedings of the National Academy of Sciences USA” 2001, Vol. 98, No. 21, s. 12044–12049, https://doi.org/10.1073/pnas.221430898.

8. Escargueil A.E., Larsen A.K., Mitosis-Specific MPM-2 Phosphorylation of DNA Topoisomerase IIα Is Regulated Directly by Protein Phosphatase 2A, „Biochemical Journal” 2007, Vol. 403, No. 2, s. 235–242, https://doi.org/10.1042/bj20061460.

9. Garg H. et al., Survivin: A Unique Target for Tumor Therapy, „Cancer Cell International” 2016, Vol. 16, numer artykułu: 49, https://doi.org/10.1186/s12935-016-0326-1.

10. Gassmann R. et al., Borealin: A Novel Chromosomal Passenger Required for Stability of the Bipolar Mitotic Spindle, „Journal of Cell Biology” 2004, Vol. 166, No. 2, s. 179–191, https://doi.org/10.1083/jcb.200404001.

11. Green L.C. et al., Contrasting Roles of Condensin I and Condensin II in Mitotic Chromosome Formation, „Journal of Cell Science” 2012, Vol. 125, No. 6, s. 1591–1604, https://doi.org/10.1242/jcs.097790.

12. Hirano T., Condensin-Based Chromosome Organization from Bacteria to Vertebrates, „Cell” 2016, Vol. 164, No. 5, s. 847–857, https://doi.org/10.1016/j.cell.2016.01.033.

13. Hirota T. et al., Histone H3 Serine 10 Phosphorylation by Aurora B Causes HP1 Dissociation from Heterochromatin, „Nature” 2005, Vol. 438, No. 7071, s. 1176–1180, https://doi.org/10.1038/nature04254.

14. Honda R., Körner R., Nigg E.A., Exploring the Functional Interactions between Aurora B, INCENP, and Survivin in Mitosis, „Molecular Biology of the Cell” 2003, Vol. 14, No. 8, s. 3325–3341, https://doi.org/10.1091/mbc.e02-11-0769.

15. Komar D., Juszczynski P., Rebelled Epigenome: Histone H3S10 Phosphorylation and H3S10 Kinases in Cancer Biology and Therapy, „Clinical Epigenetics” 2020, Vol. 12, No. 1, numer artykułu: 147, https://doi.org/10.1186/s13148-020-00941-2.

16. Li F., Ling X., Survivin Study: An Update of “What Is the Next Wave?”, „Journal of Cellular Physiology” 2006, Vol. 208, No. 3, s. 476–486, https://doi.org/10.1002/jcp.20634.

17. Lipp J.J. et al., Aurora B Controls the Association of Condensin I But Not Condensin II with Mitotic Chromosomes, „Journal of Cell Science” 2007, Vol. 120, No. 7, s. 1245–1255, https://doi.org/10.1242/jcs.03425.

18. Liu Q. et al., Chk1 Is an Essential Kinase That Is Regulated by Atr and Required for the G2/M DNA Damage Checkpoint, „Genes & Development” 2000, Vol. 14, No. 12, s. 1448–1459.

19. Morrison C. et al., Proteomic Analysis of Human Metaphase Chromosomes Reveals Topoisomerase II Alpha as an Aurora B Substrate, „Nucleic Acids Research” 2002, Vol. 30, No. 23, s. 5318–5327, https://doi.org/10.1093/nar/gkf665.

20. Nielsen Ch.F. et al., Topoisomerase IIα Is Essential for Maintenance of Mitotic Chromosome Structure, „Proceedings of the National Academy of Sciences USA” 2020, Vol. 117, No. 22, s. 12131–12142, https://doi.org/10.1073/pnas.2001760117.

21. Paul M.R., Hochwagen A., Ercan S., Condensin Action and Compaction, „Current Genetics” 2019, Vol. 65, No. 2, s. 407–415, https://doi.org/10.1007/s00294-018-0899-4.

22. Roca J., Wang J.C., DNA Transport by a Type II DNA Topoisomerase: Evidence in Favor of a Two-Gate Mechanism, „Cell” 1994, Vol. 77, No. 4, s. 609–616, https://doi.org/10.1016/0092-8674(94)90222-4.

23. Samejima K. et al., The Inner Centromere Protein (INCENP) Coil Is a Single α-Helix (SAH) Domain That Binds Directly to Microtubules and Is Important for Chromosome Passenger Complex (CPC) Localization and Function in Mitosis, „Journal of Biological Chemistry” 2015, Vol. 290, No. 35, s. 21460–21472, https://doi.org/10.1074/jbc.m115.645317.

24. Sawicka A., Seiser Ch., Sensing Core Histone Phosphorylation – A Matter of Perfect Timing, „Biochimica et Biophysica Acta” 2014, Vol. 1839, No. 8, s. 711–718, https://doi.org/10.1016/j.bbagrm.2014.04.013.

25. Takemoto A. et al., Analysis of the Role of Aurora B on the Chromosomal Targeting of Condensin I, „Nucleic Acids Research” 2007, Vol. 35, No. 7, s. 2403–2412, https://doi.org/10.1093/nar/gkm157.

26. Tan L., Kapoor T.M., Examining the Dynamics of Chromosomal Passenger Complex (CPC)-Dependent Phosphorylation during Cell Division, „Proceedings of the National Academy of Sciences USA” 2011, Vol. 108, No. 40, s. 16675–16680, https://doi.org/10.1073/pnas.1106748108.

27. Wheatley S.P., Altieri D.C., Survivin at a Glance, „Journal of Cell Science” 2019, Vol. 132, No. 7, numer artykułu: jcs223826, https://doi.org/10.1242/jcs.223826.

28. Wilkins B.J. et al., A Cascade of Histone Modifications Induces Chromatin Condensation in Mitosis, „Science” 2014, Vol. 343, No. 6166, s. 77–80, https://doi.org/10.1126/science.1244508.

29. Williams M.M. et al., Aurora Kinase B-Phosphorylated HP1α Functions in Chromosomal Instability, „Cell Cycle” 2019, Vol. 18, No. 12, s. 1407–1421, https://doi.org/10.1080/15384101.2019.1618126.

Dodaj komentarz

Twój adres e-mail nie zostanie opublikowany. Wymagane pola są oznaczone *



Najnowsze wpisy

Najczęściej oglądane wpisy

Wybrane tagi