We wcześniejszym artykule omówiłem zagadnienie rekurencyjnej logiki projektowej, kładąc szczególny nacisk na dwustopniowe systemy regulacji u bakterii1. Argumentowałem, że rekurencyjna logika projektowa stanowi mocne przewidywanie hipotezy projektu, a w świetle innych hipotez jest zjawiskiem zaskakującym. W niniejszym artykule omówię inny przykład rekurencyjnej logiki projektowej: regulacyjne hierarchie transkrypcyjne u bakterii.
Hierarchia transkrypcyjna to system regulacji, w którym geny ulegają ekspresji w specyficznie uporządkowanej kolejności, co gwarantuje, że odpowiednie geny będą aktywowane we właściwym czasie i w należytym porządku. Hierarchie transkrypcyjne dość często występują zarówno u prokariontów, jak i eukariontów. W niniejszym artykule (i w kolejnych) skoncentruję się na przykładach bakteryjnych, w których geny tworzą operony (definiowane jako zespół genów znajdujących się pod kontrolą wspólnego promotora i razem ulegających transkrypcji). Te hierarchie transkrypcyjne – oprócz tego, że wykorzystują rekurencyjną logikę projektową – stanowią poważny problem dla teorii ewolucji, ponieważ specyficzne uporządkowanie genów wzdłuż chromosomu bakteryjnego (i ich zorganizowanie w różne operony) jest kluczowe dla ich funkcjonowania.
W niniejszym artykule omówię hierarchię transkrypcyjną odgrywającą kluczową rolę w procesie składania wici bakteryjnej.
Składanie wici
Układ wiciowy u bakterii Salmonella ma trzy klasy promotorów (promotory przypominają swego rodzaju molekularny przełącznik dwustabilny, który może zainicjować ekspresję genów, gdy rozpozna go polimeraza RNA oraz powiązane z nią wyspecjalizowane białko nazywane „czynnikiem sigma”). Te trzy klasy promotorów określono mianem „klasy I”, „klasy II” i „klasy III”2. Ich sekwencyjna transkrypcja jest sprzężona z procesem składania wici. Klasa I obejmuje tylko dwa geny (nazywane flhD i flhC) w jednym operonie. Klasa II składa się z 35 genów tworzących osiem operonów (są to między innymi geny biorące udział w procesie składania haka, kinetosomu i innych elementów wici, w tym aparatu eksportującego, oraz dwa geny regulatorowe nazywane fliA i flgM). Te geny, zaangażowane w syntezę filamentu, są kontrolowane przez promotory klasy III.
Promotor klasy I wzmacnia ekspresję nadrzędnego regulatora (zwłaszcza w przypadku enterobakterii, do których należy Salmonella) nazywanego FldH4C2. Ten znajdujący się w jelitach nadrzędny regulator włącza następnie promotory klasy II przy współudziale czynnika sigma określanego mianem σ70 (pamiętajmy, że czynnik sigma to rodzaj białka umożliwiającego specyficzne wiązanie polimerazy RNA z genami promotorów). W dalszej kolejności promotory klasy II odpowiadają za ekspresję genów podjednostek haka i kinetosomu oraz ich regulatorów, wliczając w to czynnik sigma nazywany σ28 (kodowany przez gen fliA) i jego czynnik anty-sigma, to jest FlgM (czynniki anty-sigma, jak wskazuje ich nazwa, wiążą się z czynnikami sigma i wstrzymują ich transkrypcyjną aktywność). Czynnik sigma σ28 jest wymagany do aktywowania promotorów klasy III i w istocie wycisza fliA (który koduje ten czynnik sigma) u bakterii Rhodobacter sphaeroides (wykorzystującej σ28 oraz FglM w podobny sposób do Salmonella), przerywa ekspresję genów wiciowych klasy III oraz uniemożliwia składanie wici, czego rezultatem są komórki niezdolne do poruszania się3.
Potencjalny problem
W tym momencie natrafiamy na pewien potencjalny problem. Rozpoczynanie ekspresji monomerów flageliny przed ukończeniem struktur haka i kinetosomu nie ma absolutnie żadnego sensu. Aby σ28 nie był aktywny, wspomniany wyżej czynnik anty-sigma (FlgM) wstrzymuje więc jego aktywność i uniemożliwia mu interakcje z kompleksem holoenzymu polimerazy RNA. Po ukończeniu struktur haka i kinetosomu czynnik anty-sigma FlgM jest wydzielany za pośrednictwem struktur wiciowych produkowanych wskutek ekspresji genów klasy II dla haka i kinetosomu. Następnie promotory klasy III (które odpowiadają za ekspresję monomerów flageliny, system chemotaksji i generatory siły motorycznej) są wreszcie aktywowane przez σ28, a wić może zostać ukończona. Szkodliwa mutacja w genie flgM skutkuje „jednoczesną aktywacją genów klasy II i klasy III, przez co aktywacja klasy III nie jest opóźniona, tak jak ma to miejsce w typach dzikich”4, a to prowadzi do defektów w strukturze wici.
Co odpowiada za rozpoczęcie procesu usuwania FlgM z komórki? Wiciowy aparat eksportujący może znajdować się w dwóch stanach związanych ze specyficznymi substratami: substratami specyficznymi dla trzpienia i haka oraz substratami specyficznymi dla filamentu5. W trakcie procesu składania wici przełącznik stanów zależnych od specyficznych substratów musi doprowadzić do przejścia od pierwszego z tych stanów do drugiego. Białka tworzące część haka i trzpienia muszą zostać wyeksportowane przed białkami składającymi się na filament. Jak jednak dochodzi do tego przełączenia?
Kluczową rolę w tym procesie odgrywa wiążące się z błoną białko FlhB, a także białko wiciowe FliK, które odpowiada za odpowiednią długość haka (około 55 nm)6. To drugie białko odpowiada również za inicjowanie przełączania eksportu zależnego od specyficznych substratów. Jak się okazuje, przy braku FliK zarówno zdolność do kontroli przełączania, jak i eksportowania białek tworzących filament, oraz do kontroli długości haka zostaje całkowicie utracona7. FliK ma dwie domeny: domenę N-końcową i domenę C-końcową. W trakcie składania haka FlikN funkcjonuje jako molekularny sensor i przekaźnik informacji o długości haka. Kiedy hak osiąga właściwą długość, informacja zostaje przekazana do FliKC i FliKCT, co prowadzi do zmiany konformacji, a wówczas FliKCT wiąże się z FlhBC. To z kolei wywołuję zmianę konformacji FlhBC, dzięki czemu dochodzi do uruchomienia przełącznika zależnego od specyficznych substratów.
Problem dla teorii ewolucji
W świetle hipotezy o działaniu niekierowanego procesu majsterkowania wydaje się niewiarygodne, aby geny mogły zostać odpowiednio zorganizowane wzdłuż chromosomu w sposób spójny z chronologią ich ekspresji. Niezbędne geny nie tylko muszą zostać zorganizowane w hierarchiczną kaskadę transkrypcyjną, aby zapewnić należytą chronologię i koordynację procesu składania, ale ważną rolę odgrywa też specyficzne uporządkowanie genów wzdłuż odpowiadających im operonów. W gruncie rzeczy geny zwykle organizowane są w sposób spójny z kolejnością wykorzystywania ich produktów białkowych do tworzenia wici. Powstanie takiego procesu wymagałoby wielu cyklów prób i błędów. Natomiast z punktu widzenia hipotezy, zgodnie z którą proces składania wici jest autentycznym systemem inżynieryjnym, zaprojektowanym przez obdarzony inteligencją umysł, dokładnie takiego rodzaju systemu powinniśmy się spodziewać.
Jonathan McLatchie
Oryginał: Transcriptional Hierarchies Exhibit Recurring Design Logic and Challenge Evolution, „Evolution News & Science Today” 2025, April 3 [dostęp: 13 VIII 2025].
Przekład z języka angielskiego: Dariusz Sagan
Przypisy
- Por. J. McLatchie, Rekurencyjna logika projektowa w regulacji genów, tłum. D. Sagan, „W Poszukiwaniu Projektu” 2025, 8 sierpnia [dostęp: 8 VIII 2025].
- Por. C. Das et al., Dynamics and Control of Flagella Assembly in Salmonella typhimurium, „Frontiers in Cellular and Infection Microbiology” 2018, Vol. 8, numer artykułu: 36, https://doi.org/10.3389/fcimb.2018.00036.
- Por. A.C. Martin et al., Two Chemosensory Operons of Rhodobacter sphaeroides Are Regulated Independently by Sigma 28 and Sigma 54, „Journal of Bacteriology” 2006, Vol. 188, No. 22, s. 7932–7940, https://doi.org/10.1128/jb.00964-06; D.A. Wilkinson et al., Regulation of Flagellum Number by FliA and FlgM and Role in Biofilm Formation by Rhodobacter sphaeroides, „Journal of Bacteriology” 2011, Vol. 193, No. 15, s. 4010–4014, https://doi.org/10.1128/jb.00349-11.
- C. Das et al., Dynamics and Control of Flagella Assembly in Salmonella typhimurium.
- Por. T. Minamino, H. Doi, K. Kutsukake, Substrate Specificity Switching of the Flagellum-Specific Export Apparatus during Flagellar Morphogenesis in Salmonella typhimurium, „Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry” 1999, Vol. 63, No. 7, s. 1301–1303, https://doi.org/10.1271/bbb.63.1301; H.U. Ferris, T. Minamino, Flipping the Switch: Bringing Order to Flagellar Assembly, „Trends in Microbiology” 2006, Vol. 14, No. 12, s. 519–526, https://doi.org/10.1016/j.tim.2006.10.006.
- Por. R.C. Waters, P.W. O’Toole, K.A. Ryan, The FliK Protein and Flagellar Hook-Length Control, „Protein Science” 2007, Vol. 16, No. 5, s. 769–780, https://doi.org/10.1110/ps.072785407.
- Por. A.W. Williams et al., Mutations in fliK and flhB Affecting Flagellar Hook and Filament Assembly in Salmonella typhimurium, „Journal of Bacteriology” 1996, Vol. 178, No. 10, s. 2960–2970, https://doi.org/10.1128/jb.178.10.2960-2970.1996; K. Muramoto et al., Effect of Cellular Level of FliK on Flagellar Hook and Filament Assembly in Salmonella typhimurium, „Journal of Molecular Biology” 1998, Vol. 277, No. 4, s. 871–882, https://doi.org/10.1006/jmbi.1998.1659.
Literatura:
1. Das C. et al., Dynamics and Control of Flagella Assembly in Salmonella typhimurium, „Frontiers in Cellular and Infection Microbiology” 2018, Vol. 8, numer artykułu: 36, https://doi.org/10.3389/fcimb.2018.00036.
2. Ferris H.U., Minamino T., Flipping the Switch: Bringing Order to Flagellar Assembly, „Trends in Microbiology” 2006, Vol. 14, No. 12, s. 519–526, https://doi.org/10.1016/j.tim.2006.10.006.
3. Martin A.C. et al., Two Chemosensory Operons of Rhodobacter sphaeroides Are Regulated Independently by Sigma 28 and Sigma 54, „Journal of Bacteriology” 2006, Vol. 188, No. 22, s. 7932–7940, https://doi.org/10.1128/jb.00964-06.
4. McLatchie J., Rekurencyjna logika projektowa w regulacji genów, tłum. D. Sagan, „W Poszukiwaniu Projektu” 2025, 8 sierpnia [dostęp: 8 VIII 2025].
5. Minamino T., Doi H., Kutsukake K., Substrate Specificity Switching of the Flagellum-Specific Export Apparatus during Flagellar Morphogenesis in Salmonella typhimurium, „Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry” 1999, Vol. 63, No. 7, s. 1301–1303, https://doi.org/10.1271/bbb.63.1301.
6. Muramoto K. et al., Effect of Cellular Level of FliK on Flagellar Hook and Filament Assembly in Salmonella typhimurium, „Journal of Molecular Biology” 1998, Vol. 277, No. 4, s. 871–882, https://doi.org/10.1006/jmbi.1998.1659.
7. Waters R.C., O’Toole P.W., Ryan K.A., The FliK Protein and Flagellar Hook-Length Control, „Protein Science” 2007, Vol. 16, No. 5, s. 769–780, https://doi.org/10.1110/ps.072785407.
8. Wilkinson D.A. et al., Regulation of Flagellum Number by FliA and FlgM and Role in Biofilm Formation by Rhodobacter sphaeroides, „Journal of Bacteriology” 2011, Vol. 193, No. 15, s. 4010–4014, https://doi.org/10.1128/jb.00349-11.
9. Williams A.W. et al., Mutations in fliK and flhB Affecting Flagellar Hook and Filament Assembly in Salmonella typhimurium, „Journal of Bacteriology” 1996, Vol. 178, No. 10, s. 2960–2970, https://doi.org/10.1128/jb.178.10.2960-2970.1996.